Explaining Gender Differences in Finance Usage

2.1.2.3.1.- Transporte espermático

El paso de los espermatozoides por el tracto reproductor femenino está regulado para maximizar las posibilidades de fecundación y asegurarse de que los mejores espermatozoides sean capaces de llevar a cabo la fecundación con éxito. Puesto que, la

anatomía del tracto genital femenino y los tiempos diferentes en la duración del estro de los mamíferos, el tiempo que permanece el espermatozoide desde la cópula o la inseminación artificial (IA) hasta la fecundación es muy variable. Así, en la especie bovina, el espermatozoide tiene que recorrer el tracto genital desde el fórnix vaginal donde son depositados tras la cópula; en cambio durante la IA, los espermatozoides pueden ser depositados en el cérvix o en el cuerpo del útero (Ball y Peters, 2004).

Varias regiones anatómicas del tracto femenino representan barreras físicas a la progresión de los espermatozoides a través de su tránsito por este. En la mayoría de las especies de mamíferos el cuello uterino y la UTJ juegan un papel en la selección de los espermatozoides (Druart 2012), especialmente en el bovino el cérvix vaginal se ha sugerido que sirve como depósito de espermatozoides (Mattner 1968, Hawk y Conley 1975) revisado por Suarez y Pacey en 2006. Se observó que hasta después de 12 horas tras la IA se recuperaron espermatozoides del cérvix (Mitchell et al., 1985). Sin embargo, este mecanismo no se ha descrito del todo, pero hasta el momento no se ha informado que se asocie a una interacción directa entre la células epiteliales de cuello uterino y los espe rmatozoides (Rath et al., 2008).

Se ha demostrado que el moco cervical juega un papel central en el control de la migración de los espermatozoides (Druart 2012). Este moco puede servir para guiar a los espermatozoides a través de su microarquitectura (Suarez y Pacey 2006). Este moco principalmente está compuesto por una fracción acuosa y otra de glicoproteínas (Panicker et al., 2010) como las sialomucinas y en menor medida por sulfomucinas (Heydon y Adams 1979). Sin embargo, se ha comprobado recientemente en el humano que hasta 79 proteínas han sido identificadas en el moco cervical (Panicker et al., 2010). La composición del moco cervical está sujeto a cambios morfológicos y bioquímicos durante el estro (Suarez y Pacey 2006, Pluta et al., 2011). Se observó un aumento en el contenido de mucinas neutras y ácidas 48 horas después del inicio del estro, así

como una mayor actividad de β-galactosidasa y sialidasa 12 horas después del inicio del estro (Pluta et al., 2011). En el período del estro el moco es más hidratado permitiendo así una mayor penetrabilidad de los espermatozoides en la fase preovulatoria (Katz et al., 1997, Suarez y Pacey 2006); contrariamente durante la fase con elevadas concentraciones de progesterona, el moco es menos acuoso y casi impenetrable para los espermatozoides. Además la densidad de este moco durante la fase lútea impide la migración de la microflora vaginal nociva hacia el útero (Pluta et al., 2012).

Los espermatozoides tienen que recorrer el cuerpo del útero y los cuernos uterinos antes de llegar a la UTJ. De acuerdo a la velocidad calculada de nado de los espermatozoides (7 mm/min.) (Suarez et al., 2006) los espermatozoides depositados en el tracto femenino tardarían alrededor de una hora para llegar a la UTJ si estos nadaran directamente hasta ahí; sin embargo, para que haya la cantidad de espermatozoides suficientes para lograr la fecundación es necesario un tiempo de < 8 horas (Hunter y Wilmut 1983, Wilmut y Hunter 1984). A esta forma de transporte se le denomina activa. La form a pasiva de transporte de los espermatozoides involucra las contracciones del miometrio. En vacas y ovejas en estro se demostró con electromiografía del útero que hay una fuerte actividad contráctil en este período, mientras que la actividad disminuye durante la fase luteal (Hawk 1987).

En su paso por tracto genital femenino los espermatozoides deben de sortear la respuesta inmune de la hembra. Los espermatozoides contenidos en eyaculados después del coito, están parcialmente protegidos por el líquido seminal, que los protege de ser fagocitados (Suarez y Oliphant 1982). La cantidad de leucocitos presentes en el útero va en aumento a medida que avanza el tiempo hasta superar en número a los espermatozoides, además estos van perdiendo el recubrimiento del plasma seminal. Por ello es de suma importancia que estos atraviesen rápidamente la cavidad uterina para evitar que sean fagocitados (Suarez et al., 2006). Esta protección del

plasma seminal ante los ataques del útero a los espermatozoides, se observó en el ratón, donde la ausencia de la proteína de secreción de vesícula seminal 2 (SVS2) disminuía enormemente la fertilidad in vivo (Kawano et al., 2014). Los espermatozoides muertos en el útero de ratones knockout SVS2- / - _{tenían un membrana ampliamente}

interrumpida, lo que indicaba que la muerte no había sido provocada por una reacción acrosómica (Kawano et al., 2014).

En la mayoría de las especies, la unión útero tubárica es el principal lugar de almacenamiento de los espermatozoides. Algunos estudios sugieren que el reservorio del oviducto se nutre por un depósito más grande en útero (Pursel et al., 1978). En la especie porcina, se ha demostrado la unión de los espermatozoides a las células epiteliales de la UTJ (Rodriguez-Martinez et al., 1990, Lovell y Getty 1968). Se ha apuntado que los espermatozoides viables se adhieren a las células epiteliales y que esto es parte del proceso de selección del tracto genital femenino (Taylor et al., 2008). Se describió que los espermatozoides que se unían a las células epiteliales mostraban una ultraestructura normal, a diferencia de los espermatozoides que no se unían y presentaban una membrana plasmática dañada (Rodriguez- Martinez et al., 1990).

Otra barrera es la anatomía complicada de la UTJ que evita el mayor ascenso de los espermatozoides; ya que cuenta con pliegues en forma de saco (Yaniz et al., 2000) y un lumen estrecho a forma de válvula (Wrobel et al., 1993). Un factor adicional que los espermatozoides deben sortear, podrían ser las proteínas de superficie del espermatozoide o proteínas de unión, pueden ser requeridos por el espermatozoide para pasar a través de la UTJ; sin embargo, no está del todo esclarecido. En el ratón se ha demostrado que espermatozoides knockout en diferentes genes fueron incapaces para supera r la UTJ y perdieron la capacidad de unirse a ZP. Tal es el caso de Calmegin (Ikawa et al., 2001), Calsperin (Ikawa et al., 2011), Adam1a (Nishimura et al.,

2004), Adam2 (Cho et al., 1998), Adam3 (Yamaguchi et al., 2009), PGAP1 (Ueda et al., 2007) y PDILT (Tokuhiro et al., 2012).

2.1.2.3.2.- Reservorio espermático

Se demostró por primera vez en el hámster que los espermatozoides son atrapados al entrar en el istmo oviductal (Yanagimachi y Chang 1963). También fue descrito este reservorio oviductal en otras especies de mamíferos como la vaca (Hunter y Wilmut 1984), cerda (Hunter 1981) y oveja (Hunter y Nichol 1983). El oviducto proporciona una especie de refugio, ya que a diferencia de los otros órganos del aparato reproductor femenino, no hay afluencia de leucocitos (Rodriguez-Martinez et al., 1990). En la vaca, se demostró que los espermatozoides mantienen su viabilidad y su capacidad de fecundación después de permanecer en el reservorio (Pollard et al., 1991, Suarez 2008). Este reservorio tiene un efecto en la reducción de

la poliespermia porque evita que un excesivo número de

espermatozoides estén presentes en el sitio de la fecundación, debido a que los espermatozoides son liberados muy gradualmente durante el período periovulatorio (Hunter 1973, Hunter y Leglise 1971), permitiendo con ello asegurar que los espermatozoides estén disponibles en un estado fértil en el momento de la ovulación (Suarez 2008).

Se ha observado que los espermatozoides móviles se unen con la cabeza a la parte apical de las células epiteliales del oviducto (Fig. 17). Diversos trabajos han estudiado las moléculas implicadas en la unión de los espermatozoides al epitelio del oviducto, se ha observado que las proteínas de unión del espermatozoide o “binding sperm proteins” (BSP) están involucradas en este proceso (Gwathmey et al., 2003). Las proteínas BSP están localizadas en la cabeza de los espermatozoides y son adquiridas por los esprmatozoides al ser eyaculados; debido a que estas proceden de las vesículas seminales.

Se sabe que las BSP componen aproximadamente el 70% del contenido total del líquido seminal (Nauc y Manjunath 2000, Manjunath y Sairam 1987). Cuando el espermatozoide de toro entra en contacto con las secreciones vesiculares del plasma seminal, las proteínas BSP se adhieren a la superficie de este, mediante la asociación con los fosfolípidos de la membrana plasmática (Desnoyers y Manjunath 1992, Hung y Suarez 2010, Suarez 2008, Gwathmey et al., 2006).

Previamente se ha descrito en la especie bovina que la interacción del epitelio con las células epiteliales del oviducto está mediada por mecanismos de reconocimientos de carbohidratos (Lefebvre et al., 1997). El azúcar fucosa presente en el trisacárido Lewis-a, fue identificado como un componente clave en la unión del espermatozoide al oviducto (Suarez et al., 1998). Utilizando este trisacárido en una cromatografía de afinidad se determinó que la principal proteína de unión fue la proteína PDC-109 o BSP-A1/A2 (Ignotz et al., 2001, Gwathmey et al., 2003) que es una proteína BSP. La proteína BSP-A1 tiene un peso molecular aproximado de 16 kDa y consta principalmente de dos dominios tipo fibronectina II. Posteriormente, en experimentos realizados in vitro se demostró que las proteínas BSPA3 y BSP30K, también podían participar la unión de los espermatozoides al epitelio oviductal (Gwathmey et al., 2006).

Se plantea que las diferentes BSP de la superficie de los espermatozoides se unan al epitelio del oviducto con diferentes afinidades y cinéticas (Hung y Suarez 2010). Además de su participación en la unión al epitelio oviductal, se demostró que la BSP-A1/A2 interviene en mantener la fertilidad de los espermatozoides durante su almacenamiento en la mucosa oviductal; ya que reduce la fluidez de la membrana e inmoviliza el colesterol en las membranas de fosfolípidos, incluyendo las de los espermatozoides (Greube et al., 2001). Esta puede contribuir a la estabilidad de la membrana por inhibición de la actividad de la fosfolipasa A2 (Manjunath et al., 1994, Soubeyrand y Manjunath 1997). Por lo tanto, la proteína BSP-A1/A2 puede desempeñar un papel

en la preservación del espermatozoide mientras se almacenan en el reservorio (Suarez et al., 2006).

Figura 17 SEM de esperma bovino y epitelio oviductal bovino. Los espermatozoides bovinos entre los pliegues del epitelio oviductal (a). Espermatozoide asociado con los cilios del epitelio (b). Tomado de Lefebvre et al., 1995.

5  Pm  

Los receptores en el epitelio oviductal para las proteínas BSP son las llamadas anexinas, esto se demostró cuando se utilizaron las proteínas BSP para ligar a las proteínas extraídas de membranas plasmáticas de células epiteliales del istmo bovino y se reconocieron cuatro anexinas (ANXA1, ANXA2, ANXA4 y ANXA5) (Ignotz et al., 2007). Hasta tres de estas anexinas (ANXA1, ANXA2 y ANXA5) fueron descritas en el oviducto porcino (Teijeiro et al., 2009), por lo que se sugiere que es un mecanismo compartido en diferentes especies. Las anexinas pertenecen a una familia de proteínas que se unen a fosfolípidos y proteínas de unión a membrana en presencia de  Ca2 + (Rescher y Gerke 2004).

En la especie bovina, los espermatozoides se almacenan en la región ístmica del oviducto durante 18 a 20 horas antes de ser liberados para ascender a la ampolla. Los espermatozoides son liberados poco antes de que ocurra la ovulación (Hunter y Wilmut 1984). Es probable que los cambios hormonales que desencadenan la ovulación también estimulan la liberación de factores en el oviducto que causan cambios en el espermatozoide, que permiten que se liberen a sí mismos del epitelio oviductal (Hung y Suarez 2010). Hay evidencias que dos mecanismos intervienen para que los e spermatozoides sean liberados: la hiperactivación y liberación de proteínas de la superficie de espermatozoides durante la capacitación.

2.1.2.3.3.- Capacitación espermática

Los espermatozoides después de la maduración en el epidídimo aún no tienen la capacidad de fecundar. Los primeros estudios que demostraron esta teoría fueron descubiertos después de descubrir que los espermatozoides requerían de una maduración adicional (Chang 1951), esto se comprobó cuando se observó in vivo que los espermatozoides recién eyaculados eran incapaces de fecundar los ovocitos hasta que los espermatozoides hubieran perm anecido durante un período de tiempo dentro del tracto femenino (Austin 1951, Austin 1952) y cuando mostrando un serie de cambios en su membrana

plasmática y habían cambiado su patrón de motilidad (hiperactivación); estos espermatozoides pueden ser llamado s como "capacitados" (Austin 1952). La capacitación se puede definir como un proceso fisiológico que implica modificaciones, bioquímicas, biofísicas y metabólicas de los dominios del espermatozoide, resultando en modificar la arquitectura y permeabilidad de la membrana plasmática, lo que finalmente modula la actividad flagelar y que hace que la cabeza apical de la membrana plasmática del espermatozoide pueda fusionarse con el ovocito y llevar a cabo la fecundación (Rodriguez-Martinez 2007).

La capacitación espermática in vivo es un proceso que es complicado de confirmar; sin embargo, algunos eventos han sido descritos. Se sabe que la capacitación es un proceso que se lleva a cabo en el útero y oviducto en diferentes especies (Yanagimachi 1994b). En el bovino se observó que la capacitación comienza durante la migración de los espermatozoides a través del útero, pero se completa en el oviducto (Parrish et al., 1989).

Los espermatozoides son secuencialmente expuestos a los fluidos del útero y oviducto, estos fluidos son capaces de regular la velocidad del proceso de capacitación. Este es un proceso de coordinación activa y especifica de las diferentes regiones del útero y oviducto, cuya finalización está sincronizada al período de ovulación (Hunter y Rodriguez-Martinez 2004). Estudios in vivo en la especie porcina demostraron que la capacitación espermática no es un evento que ocurre masivamente en el tracto femenino en el período pre- y peri- ovulatorio; pero si se observó un aumento significativo de espermatozoides capacitados durante el período postovulatorio (Tienthai et al., 2004).

2.1.2.3.3.1.-­‐  Modificación de la membrana plasmática del espermatozoide

En la especie bovina, las proteínas BSP interactúan específicamente con la heparina y con lipoproteínas de alta densidad, potenciando la capacitación espermática y estimulando la salida de

colesterol y fosfolípidos de la membrana espermática. La pérdida de colesterol de la membrana espermática es un importante paso en el proceso de capacitación (Manjunath y Therien 2002). Antes de la capacitación, el colesterol se concentra en la membrana plasmática de los espermatozoides en microdominios especializados conocidos como balsas de lípidos. Estos microdominios ricos en esterol, son centros de organización que afectan a la distribución de proteínas de la membrana, a la activación de receptores y a la activación de cascadas de señalización (Simons y Ikonen 1997).

Los componentes de los fluidos del tracto genital femenino como el fluido uterino pero principalmente el flu ido oviductal, son capaces de eliminar el colesterol de la membrana plasmática del espermatozoide (Visconti et al., 1998). Algunas proteínas que participan en estas modificaciones son la albúmina,  se cree que la albúmina actúa durante la capacitación in vitro para la eliminación del colesterol de la membrana plasmática del espermatozoide (Go y Wolf 1985, Davis et al., 1979), otro grupo de proteínas que participan en este proceso de reorganización son los glicosaminoglicanos (GAGs), que son muy similares a la heparina probablemente sulfato de heparan (Parrish et al., 1994). Los GAGs probablemente se encuentran en las células epiteliales del oviducto como proteoglicanos (Parrish 2014), estos pueden promover la capacitación mediante la unión y la eliminación de proteínas del plasma seminal (BSP-A1/A2, BSP-A3 y BSP-30-kDa) contenidas en la membrana plasmática del espermatozoide y se cree que inhiben la capacitación (Miller et al., 1990, Therien et al., 1995).

Las proteínas BSPs también interactúan con las lipopr oteínas de alta densidad (HDL) para apoyar la salida del colesterol desde la membrana de los espermatozoides (Ehrenwald et al., 1990). Trabajos realizados con espermatozoides de toro, demostraron que la incubación de los espermatozoides con fluido oviductal causó la transferencia neta de aproximadamente el 25% del colesterol de los espermatozoides a las HDL (Ehrenwald et al., 1990).

La restructuración de los lípidos de la membrana plasmática, permiten que su permeabilidad se vea incrementada a los iones Ca2 + _en

la cabeza de los espermatozoides (Parrish et al., 1999). La capacitación in vitro en presencia de heparina sugiere que la captación de Ca2 + _es crítico para la capacitación durante las primeras dos horas de exposición a la heparina (Parrish et al., 1999).

2.1.2.3.3.2.-­‐  Fosforilación de proteínas

La aparición de fosfoproteínas es un evento tardío (> 60 min) en el proceso de capacitación y se correlaciona con el inicio de la fertilidad y con el desarrollo de la capacidad de someterse a la reacción acrosómica (Visconti et al., 1995, Visconti et al., 2002). La capacitación espermática también se asocia con un aumento en la fosforilación de la tirosina (Salicioni et al., 2007), esta fosforilación depende de la albúmina (BSA, in vitro en medios capacitantes) y Ca2 + _{(Visconti 2009).} La capacitación es dependiente de la activación de la vía de señalización de AMP cíclico (cAMP) y la proteína quinasa A (PKA) (Fig.18). Esta fosforilación se ha implicado en la aparición de la hiperactivación de la motilidad, una de las características de la capacitación de los espermatozoides (Naz y Rajesh 2004).

Figura 18 Bases moleculares de procesos rápidos y lentos asociados a la capacitación espermática. Modificado de Visconti, 2009.

2.1.2.3.3.3.-­‐  Cambios en los patrones de motilidad espermática

Los espermatozoides procedentes de la cola del epidídimo presentan movimientos flagelares de curvas relativamente simétricas con una amplia longitud de onda, que da como resultado un patrón de natación lineal hacia adelante y progresiva (Florman et al., 2006). En contraste la motilidad de los espermatozoides capacitados, se caracteriza por una alta amplitud de la curva flagelar, un aumento de velocidad y un movimiento lateral de la cabeza (Florman et al., 2006, Yanagimachi 1994b). Esto fue demostrado en el hámster cuando se observó a los espermatozoides capacitados in vitro y los que se recuperaron del oviducto al momento en qué estuvieran capacitados in

vivo (Yanagimachi 1970). La hipermotilidad espermática también se

describió en el bovino con espermatozoides capacitados inducidos con NH4Cl y Ca2 + (Marquez y Suarez 2007) (Fig. 19).

Figura 19 Representación de la hiperactivación espermática. Hiperactivación inducida por NH4Cl y Ca2+ _{representación del}

movimiento espermático control (A, B), tratados con NH4Cl (C, D) y ionomicina (E, F) medio TALP (A, C, E) y medio con 10 mM BAPTA. Los puntos representan la posición de la cabeza en fotogramas en un video de 5 seg. Tomado de Marquez y Suarez, 2007.

La hiperactividad espermática representa una reacción a la capacitación que se manifiesta en el flagelo (Florman et al., 2006). Se ha comprobado que al hipermotilidad espermática tiene diferentes funciones para la fecundación. La primera es que los espermatozoides adquieren la mayor capacidad para nadar eficientemente en sustancia s viscoelásticas (Suarez y Ho 2003). Esta capacidad le permite penetrar el moco del oviducto, penetrar el cumulus oophorus  rico en hialuronano y penetrar la ZP. Otra característica función de la hiperactivación espermática es la que se asocia a la liberación del espermatozoide del reservorio oviductal (Suarez y Ho 2003, Demott y Suarez 1992), para después ascender al sitio de la fecundación auxiliado por otros mecanismos in vivo como el flujo del fluido oviductal y las contracciones del miosalpinx (Rodriguez-Martinez et al., 2005). Todos estos mecanismos deben de estar sincronizados para garantizar que el número adecuado de espermatozoides llegan al sitio de fecundación.

2.2.- ESPERMATOZOIDE

El espermatozoide es una célula altamente especializada, que cuenta con una serie de características estructurales y funcionales que le dotan de la capacidad de ofrecer la carga genética masculina hasta el ovocito, y combinarse con este para dar lugar a u n nuevo individuo (Eddy et al., 2006). En este apartado de revisión sobre el gameto masculino se pondrá especial atención sobre en el papel que desempeña en la fecundación y la interacción con el tracto genital femenino.