• No results found

Recommendations and Future Research Needs

CHAPTER 5: CONCLUSION AND RECOMMENDATIONS

5.2 Recommendations and Future Research Needs

propio BZL, lo que podría ser responsable de la disminución en la Cmáx observada con el transcurso del tratamiento. En respuesta a esto, se podrían establecer esquemas de combinación de drogas destinados a mejorar la eficacia del BZL, como así también de drogas coadministradas.

El efecto de un fármaco depende de su concentración en su sitio de acción. La misma se encuentra definida por la absorción, la distribución y la depuración del mismo. En el organismo pueden definirse órganos de relevancia farmacológica que cumplen una función importante en los procesos mencionados anteriormente. El hígado y el riñón cumplen un rol clave en la depuración de fármacos. El intestino participa además en la absorción de compuestos administrados en forma oral. Tanto en la limitación de la absorción a nivel intestinal como en la excreción en todos los tejidos mencionados intervienen sistemas de biotransformación y transportadores de drogas, proteínas que modifican químicamente los fármacos llevando en la mayoría de los casos a su inactivación y facilitando su posterior transporte fuera de la célula. Los sistemas de biotransformación pueden dividirse en sistemas de fase I y sistemas de fase II. Los sistemas de fase I incluyen a las proteínas de la familia del citocromo P450 y catalizan diversas reacciones de oxidoreducción. El miembro más representativo es el CYP3A4, responsable del metabolismo de aproximadamente el 50% de las drogas de aplicación clínica. Los sistemas de fase II catalizan reacciones de conjugación de los fármacos o los productos de la reacciones de fase I con compuestos como glutation (reacciones catalizadas por las glutation-S-transferasas, GSTs) o ácido glucurónico (reacciones catalizadas por las UDP-glucuronosiltransferasas, UGTs) entre otros. Las proteínas transportadoras suelen ser de carácter multiespecífico. Entre los transportadores de eflujo pueden mencionarse a la P-glicoproteína (P-gp), la proteína asociada a resistencia a multidrogas 2 (MRP2) y la proteína de resistencia de cáncer de mama (BCRP) de localización apical en hepatocitos, enterocitos y células de los túbulos renales. La proteína asociada a resistencia a multidrogas 3 (MRP3), por su parte, se localiza en las membranas basolaterales de los mencionados tipos celulares.

La expresión y función de los sistemas anteriores no es constante sino que existe una regulación, por los mismos sustratos y por otras drogas, representando la base molecular de las interacciones droga-droga. La regulación puede cursar a nivel transcripcional (cambios en la síntesis de ARNm), nivel post-transcripcional (cambios en la estabilidad del ARNm o en su procesamiento), nivel traduccional (cambios en la síntesis de proteína) o a nivel post-traduccional (cambios en la actividad de la proteína sin cambios en su expresión). En el caso de la regulación por fármacos, la regulación transcripcional mediada por receptores nucleares suele ser uno de los mecanismos más importantes. El receptor de pregnanos X (PXR) es un receptor nuclear de elevada promiscuidad. El mismo es activado por un gran número de fármacos y otros xenobióticos

y regula la expresión de diversos genes que codifican sistemas de biotransformación y transportadores de drogas.

El Benznidazol (BZL) es el fármaco de elección para el tratamiento de la enfermedad de Chagas. Actualmente se dispone de escasa información acerca de los efectos del BZL sobre los sistemas de biotransformación y transportadores de drogas. Su coadministración con otros compuestos y, por ende, la aparición de interacciones droga-droga no puede ser descartada.

Los objetivos del presente trabajo de tesis fueron: 1) establecer el efecto del tratamiento con BZL sobre la expresión y actividad de sistemas de biotransformación de fase I (CYP3A4), sistemas de biotransformación de fase II (GST y UGT) y proteínas transportadoras de drogas (P-gp, MRP2, BCRP y MRP3); 2) establecer el/los mediadores moleculares de tal efecto, en especial la participación de PXR y determinar el rol del BZL como activador de PXR y 3) estudiar el/los transportadores responsables del eflujo de BZL al exterior celular y cómo el pretratamiento con BZL afecta tal proceso. Los estudios se realizaron en la línea celular HepG2. La misma deriva de un hepatocarcinoma celular humano y conserva diversas propiedades bioquímicas, morfológicas y fisiológicas de los hepatocitos lo que la convierte en un modelo adecuado para estudiar la regulación de proteínas hepáticas humanas.

En primer lugar se realizó un estudio concentración-respuesta (0-1000 μM) de la expresión de los transportadores en respuesta al tratamiento con BZL. Se observó una inducción significativa a nivel proteico (por inmunocuantificación) de P-gp por BZL 200 y 1000 μM (160 ± 27 y 282 ± 94% respectivamente vs 100 ± 7%). Un patrón similar se observó en la expresión de MRP2 (175 ± 15 y 491 ± 5% para 200 y 1000 μM de BZL respectivamente vs 100 ± 14%). BCRP y MRP3 no mostraron diferencias significativas a ninguna de las concentraciones estudiadas. La inducción de P-gp y MRP2 se verificó tanto en lisados celulares como en membrana plasmática. Para los estudios posteriores se escogió la concentración de BZL 200 μM por ser la mínima concentración a la que se observa un efecto. A nivel de ARNm (por PCR cuantitativa a tiempo real), se observó también una inducción de P-gp y MRP2 por BZL (200 μM). Concretamente la expresión fue de 332 ± 151 vs 100 ± 69% en el caso del mensajero de P-gp y 293 ± 137 vs 100 ± 57% en el caso de MRP2. La inducción observada en la expresión se correlacionó con un aumento en la actividad tanto para P-gp como para MRP2. En el primer caso la actividad

se determinó por acumulación del sustrato modelo Rhodamina 123. Las células tratadas con BZL mostraron una acumulación significativamente menor (85 ± 2 vs 100 ± 6%) que las células controles, lo que indica un mayor eflujo del mismo, y esto una mayor actividad de P-gp. En el caso de MRP2, la actividad se determinó midiendo el eflujo del sustrato dinitrofenil-S-glutation (DNP-SG) observándose un eflujo significativamente mayor (181 ± 1 vs 100 ± 7%) en las células tratadas que en las células controles.

A nivel de las enzimas de biotransformación, BZL (200 μM) indujo la expresión proteica de CYP3A4 y GSTπ (143 ± 1 vs 100 ± 22% y 175 ± 12 vs 100 ± 35%, respectivamente). La inducción se observó también a nivel del ARNm (150 ± 23 vs 100 ± 21% y 178 ± 94 vs 100 ± 11% para CYP3A4 y GSTπ respectivamente). También se observó una inducción en la actividad de GST, cuantificada a través de la formación de DNP-SG (204 ± 32 vs 100 ± 7%). La actividad de CYP3A4 se determinó por la formación de un derivado luminiscente a partir de un sustrato modelo de la enzima. Se observó una disminución en la actividad (58 ± 6 vs 100 ± 4%) que indica inhibición de la misma por BZL.

A fin de caracterizar el mecanismo de acción del BZL en el modelo celular empleado se verificó por inmunocuantificación la expresión de PXR, el receptor X de retinoides α (RXRα) con el cual heterodimeriza PXR y del coactivador p300, necesario para la función de los mismos. Mediante sobreexpresión de PXR se observó una inducción en la expresión de genes blanco de PXR como ser P-gp, MRP2, MRP3 y BCRP, lo que indicaría funcionalidad de PXR en el modelo y posibilidad de mediación del efecto de BZL por el mismo. Para confirmar tal hipótesis, se procedió al silenciamiento de PXR empleando un ARN de interferencia específico dirigido contra el ARNm del receptor nuclear lográndose un silenciamiento de PXR a nivel de proteína del 74% con respecto a las células transfectadas con un ARN de interferencia no silenciante. En estas condiciones se repitió el tratamiento con BZL y se cuantificó la expresión de las proteínas cuya expresión había resultado previamente inducida (CYP3A4, GSTπ, P-gp y MRP2). En todos los casos, el silenciamiento de PXR resultó en la ausencia de inducción por BZL confirmando la participación de PXR como mediador del efecto de BZL. A fin de determinar si el mecanismo por el cual PXR media el efecto de BZL consiste en una activación del mismo, se determinó la actividad del mismo en presencia de distintas concentraciones de BZL. Para ello se utilizaron células LS180-PXRRE, derivadas a partir de un adenocarcinoma de colon humano, que expresan en forma estable un gen

reportero sensible a la activación de PXR. Por regresión sigmoidea se obtuvo un valor de concentración efectiva 50 (EC50) de 259 ± 38 μM corroborándose así el rol de BZL como activador de PXR y sugiriendo su rol como ligando del mismo.

A fin de determinar el/los transportadores que mediarían el eflujo de BZL al exterior celular, se corroboró en primer lugar si el BZL sufre metabolización en las condiciones experimentales empleadas. Al no observarse metabolismo significativo, se procedió a realizar los estudios posteriores cuantificando la droga sin modificar (por HPLC). En primer lugar se determinó la acumulación intracelular de BZL luego de 2 h de incubación en presencia de verapamilo (como inhibidor de P-gp) o de probenecid (como inhibidor de las MRPs). Se observó una acumulación significativamente mayor en las células coincubadas con verapamilo respecto de las células controles no expuestas a ningún inhibidor (128 ± 16 vs 100 ± 3%) sugiriendo la dependencia del transporte de BZL, al menos en parte, de P-gp. No se observaron cambios significativos en la acumulación de BZL en las células coincubadas con probenecid (88 ± 8 vs 100 ± 3%) permitiendo descartar la participación de una MRP en el transporte de BZL, al menos en su forma sin modificar. A fin de confirmar la participación de P-gp en el transporte de BZL en células HepG2, se procedió a su silenciamiento mediante transfección con un ARN de interferencia. Se observó una acumulación significativamente mayor de BZL en las células P-gp-, transfectadas con un ARN de interferencia específico contra P-gp, que en células P-gp+, transfectadas con un ARN de interferencia no silenciante (115 ± 2 vs 100 ± 3%) confirmando la participación de P-gp en el transporte de BZL. Teniendo en cuenta que P-gp participa en el transporte de BZL y que el pretratamiento con BZL induce la expresión de P-gp, es esperable que el pretratamiento con BZL modifique su propia concentración intracelular. A fin de corroborarlo se repitió determinó la acumulación de BZL en condiciones de inducción de P-gp por el fármaco (200 μM, 48 h). Se observó una acumulación significativamente menor de BZL en las células que fueron pretratadas con respecto a las células controles expuestas al vehículo (73 ± 15 vs 100 ± 2%). El efecto desaparece ante el agregado de verapamilo (inhibidor de P-gp), donde la acumulación en células controles y pretratadas con BZL no difiere estadísticamente (120 ± 4 y 115 ± 5% respectivamente) confirmando así la participación de P-gp.

Los resultados del presente trabajo de tesis demuestran un efecto inductor del tratamiento con BZL sobre la expresión de CYP3A4, GSTπ, P-gp y MRP2. La inducción de la expresión en GSTπ, P-gp y MRP2 se refleja en un aumento en la actividad de las

proteínas empleando sustratos modelos de cada proteína. La inducción sugeriría un aumento en la depuración de fármacos sustratos de los mismos cuando estos son coadministrados con BZL. Además se confirmó el rol de P-gp en el transporte de BZL, lo que podría también representar la base de interacciones droga-droga en el caso de que el BZL sea administrado en condiciones de inducción de P-gp por otra droga. Simultáneamente, dado su carácter inductor de P-gp, BZL por si solo sería capaz de aumentar su propia depuración.

En el caso de CYP3A4 por el contrario se observa un efecto inhibitorio sobre la actividad. Teniendo en cuenta que el CYP3A4 es responsable del metabolismo de aproximadamente el 50% de los fármacos de empleo en la práctica clínica, de observarse un efecto similar in vivo, el tratamiento con BZL podría disminuir la depuración de sustratos coadministrados propiciando la aparición de interacciones droga-droga y efectos potencialmente tóxicos.

Además, se demostró la participación de PXR en la regulación del efecto y se confirmó la activación del receptor nuclear por BZL. Teniendo en cuenta que el mecanismo de activación descrito para PXR implica unión del sustrato al bolsillo hidrofóbico del dominio de unión a ligando, los resultados sugerirían un rol de BZL como ligando del mismo. No obstante, se requeriría la confirmación mediante ensayos de competición. Por otro lado, PXR cumple un rol regulador clave sobre un gran número de sistemas de biotransformación y transportadores de drogas como así también sobre genes que regulan otras vías metabólicas (ej. síntesis de ácidos biliares) e interacciona con otras vías de transducción de señales (ej. respuesta inflamatoria, ciclo celular). Por lo tanto, no pueden descartarse potenciales interacciones entre BZL y las mencionadas vías de señalización.

1. Thummel KE, O'Shea D, Paine MF, Shen DD, Kunze KL, Perkins JD y Wilkinson GR. Oral first-pass elimination of midazolam involves both gastrointestinal and hepatic CYP3A-mediated metabolism. Clin Pharmacol Ther. 59: 491-502. (1996).

2. Hebert MF. Contributions of hepatic and intestinal metabolism and P-glycoprotein to cyclosporine and tacrolimus oral delivery. Adv Drug Deliv Rev. 27: 201-214. (1997).

3. Hall SD, Thummel KE, Watkins PB, Lown KS, Benet LZ, Paine MF, Mayo RR, Turgeon DK, Bailey DG, Fontana RJ y Wrighton SA. Molecular and physical mechanisms of first-pass extraction. Drug Metab Dispos. 27: 161-166. (1999).

4. Yokomasu A, Yano I, Sato E, Masuda S, Katsura T e Inui K. Effect of intestinal and hepatic first-pass extraction on the pharmacokinetics of everolimus in rats. Drug Metab Pharmacokinet. 23: 469-475. (2008).

5. Dufek MB, Knight BM, Bridges AS y Thakker DR. P-glycoprotein increases portal bioavailability of loperamide in mouse by reducing first-pass intestinal metabolism. Drug Metab Dispos. 41: 642-650. (2013).

6. Geneser F. Histología. Editorial Médica Panamericana, Buenos Aires. pp 440-451. (1984).

7. Rodriguez Garay EA. Funciones del hígado y de las vías biliares, formación y composición de la bilis y transporte hepático de compuestos endógenos y exógenos. En: Fisiología Humana de Houssay. Editorial El Ateneo, Buenos Aires. pp 208-232. (2000). 8. Köhle C y Bock KW. Coordinate regulation of human drug-metabolizing enzymes, and conjugate transporters by the Ah receptor, pregnane X receptor and constitutive androstane receptor. Biochem Pharmacol. 77: 689-699. (2009).

9. Strobel HW, Geng J, Kawashima H y Wang H. Cytochrome P450-dependent biotransformation of drugs and other xenobiotic substrates in neural tissue. Drug Metab Rev. 29: 1079-1105. (1997).

10. Cotreau MM, von Moltke LL y Greenblatt DJ. The influence of age and sex on the clearance of cytochrome P450 3A substrates. Clin Pharmacokinet. 44: 33-60. (2005).

11. Harris RZ, Jang GR y Tsunoda S. Dietary effects on drug metabolism and transport.

Clin Pharmacokinet. 42: 1071-1088. (2003).

12. Zhou SF, Xue CC, Yu XW, Li C y Wang G. Clinically important drug interactions potentially involving mechanism-based inhibition of cytochrome P450 3A4 and the role of therapeutic drug monitoring. Ther Drug Monit. 29: 687-710. (2007).

13. Lewis DFV. Guide to Cytochromes P450. Structure and Function. Taylor & Francis, Londres - Nueva York. pp 69-109. (2001).

14. Mulder GJ. Conjugation reactions in drug metabolism: An integrated approach. Taylor & Francis, Londres - Bristol. pp 49-350. (1990).

15. Riches Z, Stanley EL, Bloomer JC y Coughtrie MW. Quantitative evaluation of the expression and activity of five major sulfotransferases (SULTs) in human tissues: the SULT “pie“. Drug Metab Dispos. 37: 2255-2261. (2009).

16. Jancova P, Anzenbacher P y Anzenbacherova E. Phase II drug metabolizing enzymes.

Biomed Pap Med Fac Univ Palacky Olomouc Czech Repub. 154: 103-116. (2010).

17. Evans WE y Relling MV. Pharmacogenomics: translating functional genomics into rational therapeutics. Science. 286: 487-491. (1999).

18. Catania VA, Sánchez-Pozzi EJ, Luquita MG, Ruiz ML, Villanueva SS, Jones B y Mottino AD. Co-regulation of expression of phase II metabolizing enzymes and multidrug resistance-associated protein 2. Ann Hepatol. 3: 11-17. (2004).

19. Kiang TK, Ensom MH y Chang TK. UDP-glucuronosyltransferases and clinical drug-drug interactions. Pharmacol Ther. 106: 97-132. (2005).

20. Coffman BL, Rios GR, King CD y Tephly TR. Human UGT2B7 catalyzes morphine glucuronidation. Drug Metab Dispos. 25: 1-4. (1997).

21. Zhang A, Xing Q, Qin S, Du J, Wang L, Yu L, Li X, Xu L, Xu M, Feng G y He L. Intra-ethnic differences in genetic variants of the UGT-glucuronosyltransferase 1A1 gene in chinese populations. Pharmacogenomics J. 7: 333-338. (2007).

22. Klaassen CD y Aleksunes LM. Xenobiotic, bile acid, and cholesterol transporters: function and regulation. Pharmacol Rev. 62: 1-96. (2010).

23. Choi MK y Song IS. Organic cation transporters and their pharmacokinetic and pharmacodynamic consequences. Drug Metab Pharmacokinet. 23: 243-253. (2008).

24. Hagenbuch B. Drug uptake systems in liver and kidney: a historic perspective. Clin Pharmacol Ther. 87: 39-47. (2010).

25. Juliano RL y Ling V. A surface glycoprotein modulating drug permeability in Chinese hamster ovary cell mutants. Biochim Biophys Acta. 455: 152-62. (1976).

26. Kruh GD y Belinsky MG. The MRP family of drug efflux pumps. Oncogene. 22: 7537-7552. (2003).

27. Thiebaut F, Tsuruo T, Hamada H, Gottesman MM, Pastan I y Willingham MC. Cellular localization of the multidrug-resistance gene product P-glycoprotein in normal human tissues. Proc Natl Acad Sci USA. 84: 7735-7738. (1987).

28. Cordon-Cardo C, O'Brien JP, Casals D, Rittman-Grauer L, Biedler JL, Melamed MR y Bertino JR. Multidrug-resistance gene (P-glycoprotein) is expressed by endothelial cells at blood-brain barrier sites. Proc Natl Acad Sci USA. 86: 695-698. (1989).

29. Schinkel AH. The physiological function of drug-transporting P-glycoproteins. Semin Cancer Biol. 8: 161-170. (1997).

30. Martin P, Riley R, Back DJ y Owen A. Comparison of the induction profiles for drug disposition proteins by typical nuclear receptor activators in human hepatic and intestinal cells. Br J Pharmacol. 153: 805-819. (2008).

31. Drain S, Catherwood MA y Alexander HD. Multidrug resistance in the chronic lymphoproliferative disorders. Leuk Lymphoma. 51: 1793-1804. (2010).

32. Tran TP, Kim HG, Choi JH, Na MK y Jeong HG. Reversal of P-glycoprotein-mediated multidrug resistance is induced by mollugin in MCF-7/adriamycin cells. Phytomedicine. 20: 622-631. (2013).

33. Zhang Y y Wang Q. Sunitinib reverse multidrug resistance in gastric cancer cells by modulating Stat3 and inhibiting P-gp function. Cell Biochem Biophys. En prensa. (2013). 34. List AF, Kopecky KJ, Willman CL, Head DR, Persons DL, Slovak ML, Dorr R, Karanes C, Hynes HE, Doroshow JH, Shurafa M y Appelbaum FR. Benefit of cyclosporine modulation of drug resistance in patients with poor-risk acute myeloid leukemia: a Southwest Oncology Group study. Blood. 98: 3212-3220. (2001).

35. Silva R, Carmo H, Dinis-Oliveira R, Cordeiro-da-Silva A, Lima SC, Carvalho F, Bastos MdeL y Remiao F. In vitro study of P-glycoprotein induction as an antidotal pathway to prevent cytotoxicity in Caco-2 cells. Arch Toxicol. 85: 315-326. (2011).

36. Hoffmeyer S, Burk O, von Richter O, Arnold HP, Brockmöller J, Johne A, Cascorbi I, Gerloff T, Roots I, Eichelbaum M y Brinkmann U. Functional polymorphisms of the human multidrug-resistance gene: multiple sequence variations and correlation of one allele with P-glycoprotein expression and activity in vitro. Proc Natl Acad Sci USA. 97: 3473-3478. (2000).

37. Kim RB, Leake BF, Choo EF, Dresser GK, Kubba SV, Schwarz UI, Taylor A, Xie HG, McKinsey J, Zhou S, Lan LB, Schuetz JD, Schuetz EG y Wilkinson GR. Identification of functionally variant MDR1 alleles among European Americans and African Americans. Clin Pharmacol Ther. 70: 189-1999. (2001).

38. Dean M y Allikmets R. Complete characterization of the human ABC gene family. J Bioenerg Biomembr. 33: 475-479. (2001).

39. Borst P, Zelcer N y van de Wetering K. MRP2 and 3 in health and disease. Cancer Lett. 234: 51-61. (2006).

40. Kitamura T, Jansen P, Hardenbrook C, Kamimoto Y, Gatmaitan Z y Arias IM. Defective ATP-dependent bile canalicular transport of organic anions in mutant (TR-) rats with conjugated hyperbilirubinemia. Proc Natl Acad Sci USA. 87: 3557-3561. (1990).

41. Dubin IN y Johnson FB. Chronic idiopatic jaundice with unidentified pigment in liver cells; a new clinicopathologic entity with a report of 12 cases. Medicine (Baltimore). 33: 155-197. (1954).

42. Akerboom TP, Narayanaswami V, Kunst M y Sies H. ATP-dependent S-(2,4-dinitrophenyl)glutathione transport in canalicular plasma membrane vesicles from rat liver. J Biol Chem. 266: 13147-13152. (1991).

43. Cole SP, Bhardwaj G, Gerlach JH, Mackie JE, Grant CE, Almquist KC, Stewart AJ, Kurz EU, Duncan AM y Deeley RG. Overexpression of a transporter gene in a multidrug-resistant human lung cancer cell line. Science. 258: 1650-1654. (1992).

44. Büchler M, König J, Brom M, Kartenbeck J, Spring H, Horie T y Keppler D. cDNA cloning of the hepatocyte canalicular isoform of the multidrug resistance protein, cMrp, reveals a novel conjugate export pump deficient in hyperbilirubinemia mutant rats. J Biol Chem. 271: 15091-15098. (1996).

45. Kartenbeck J, Leuschner U, Mayer R y Keppler D. Absence of the canalicular isoform of the MRP gene-encoded conjugate export pump from the hepatocytes in Dubin-Johnson syndrome. Hepatology. 23: 1061-1066. (1996).

46. Keppler D y König J. Hepatic canalicular membrane 5: Expression and localization of the conjugate export pump encoded by the MRP2 (cMRP/cMOAT) gene in liver. FASEB J. 11: 509-516. (1997).

47. Schaub TP, Kartenbeck J, König J, Spring H, Dörsam J, Staehler G, Störkel S, Thon WF y Keppler D. Expression of the MRP2 gene-encoded conjugate export pump in human kidney proximal tubules and in renal cell carcinoma. J Am Soc Nephrol. 10: 1159-1169. (1999).

48. Mottino AD, Hoffman T, Jennes L y Vore M. Expression and localization of multidrug resistant protein mrp2 in rat small intestine. J Pharmacol Exp Ther. 293: 717-723. (2000). 49. Potschka H, Fedrowitz M y Löscher W. Multidrug resistance protein MRP2 contributes to blood-brain barrier function and restricts antiepileptic drug activity. J Pharmacol Exp Ther. 306: 124-131. (2003).

50. Nies AT y Keppler D. The apical conjugate efflux pump ABCC2 (MRP2). Pflugers Arch. 453: 643-659. (2007).

51. Dietrich CG, de Waart DR, Ottenhoff R, Bootsma AH, van Gennip AH y Elferink RP. Mrp2-deficiency in the rat impairs biliary and intestinal excretion and influences

metabolism and disposition of the food-derived carcinogen

2-amino-1-methyl-6-phenylimidazo[4,5-b]pyridine (PhIP). Carcinogenesis. 22: 805-811.

Related documents