Focus Groups 15

3.2.1 Procesamiento de las muestras.

Todas las muestras de tejido fresco se fijaron de manera individual en tampón de formalina al 10% con un pH = 7 durante 24 - 48 horas a temperatura ambiente. Cada aloinjerto se dividió a su vez en tres muestras distintas: tercio medio del aloinjerto, tercio distal y vasos femorales (incluyendo la anastomosis vascular) (ver Figura 13 inferior derecha). Una vez fijadas, se incluyeron las muestras de manera independiente

en parafina, previa deshidratación en etanol a concentraciones crecientes según protocolo estándar. Una vez obtenido el bloque de tejido parafinado, se realizaron 30 cortes seriados (5 m) en microtomo (Leica® RM2555) recogiéndose las secciones de tejido en portas tratados Dako® (FLEX IHC Microscope Slides de Dako®, California, EEUU), para su posterior procesamiento. En cortes a distintas alturas de cada muestra, se realizaron las siguientes tinciones histológicas212:

1. Orceína nítrica: con núcleos en verde claro y fibras elásticas en marrón.

2. Tricrómico de masson: con núcleos azul negruzco; citoplasma, queratina, fibras musculares y eritrocitos en rojo; colágeno y reticulina en azul.

3. H-E: con núcleos en azul; citoplasma y fibrina en rosa; glóbulos rojos y musculatura en rojo anaranjado.

Para el procesado IHQ de las muestras, se desenmascararon los antígenos (CD3, CD4, CD8, CD20, CD68 y C4d) con un protocolo ajustado para cada anticuerpo primario mediante el sistema PTLink Dako® (Pre-Treatment) con calor a 90ºC y distintos pHs. El equipo de tinción empleado fue el Autostainer Plus de Dako®,

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siguiendo las recomendaciones del fabricante. Tras el bloqueo de la peroxidasa endógena y el de unión inespecífica, se realizó la incubación con el anticuerpo primario y secundario, empleando entre ambos tampón de lavado (Wash buffer Dako®). Posteriormente se incubaron las muestras con peroxidasa streptavidina (Streptavidin horseradish peroxidase conjugate, SouthernBiotech®, Birmingham, Inglaterra) y con el cromógeno según prospecto (Dako® REALTM Detection System K5003). Tras la contratinción con hematoxilina, se procedió al montaje y deshidratación de las secciones. Los resultados mostraron los núcleos en azul-violeta y las células positivas en marrón.

Las muestras se estudiaron mediante un sistema de análisis de imagen compuesto por un microscopio Olympus® BX14 (Olympus®, Tokio, Japón) acoplado a una cámara, empleando también el software Image ProPlus® (Media Cybernetics®, Washington, EEUU) de análisis de imagen. Las imágenes se tomaron con una magnificación de ×200, ×400 y ×1000.

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3.2.2 Valoración de la vasculopatía crónica del aloinjerto.

En cada muestra de vasos femorales con preparación de orceína nítrica, se escogieron cinco niveles al azar de manera enmascarada tanto en el segmento correspondiente al animal receptor como en el del aloinjerto. Dada la afinidad de la orceína nítrica por las fibras elásticas, se pudieron realizar las siguientes mediciones en cada nivel muestreado (ver Figura 14):

1. Presencia de VCA en vaso de gran calibre (120m): si/no.

2. Proliferación intimal (PI): porcentaje del grosor total de la pared arterial que ocupa la íntima. (Íntima / (íntima + media)) x 100203.

3. Porcentaje de permeabilidad arterial (PPA) en vaso de gran calibre (120m): porcentaje de la luz arterial que es permeable al flujo y no ha sido ocupado por la neoíntima. Se determinó como la relación del área de la neoíntima / área de la lámina elástica interna x 100212.

En las muestras de tercio medio y distal con preparación de orceína nítrica, se escogieron cinco niveles al azar de manera enmascarada en cada tercio y se realizaron las siguientes mediciones en cada nivel muestreado (ver Figura 14):

1. Presencia de VCA vaso calibre pequeño-mediano (120m): si/no. 2. PPA en vasos de pequeño-mediano calibre (120m).

3. Media de vasos sanos y de vasos con vasculopatía en cada tercio, realizando la medición en cinco campos microscópicos (×200) al azar en cada muestra, para valorar la afectación a los distintos niveles203.

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Figura 14. Valoración de la VCA. Superior izquierda (×200): vasos femorales (120m), tinción de H-E, con signos de VCA incipiente en su margen derecho. Superior derecha (×400): detalle de hiperplasia intimal, tinción de H-E. Inferior izquierda (×400): Vaso de mediano y pequeño calibre (<120m) con signos de vasculopatía, tinción de H-E. Inferior derecha (×400): Vaso de mediano y pequeño calibre (<120m) con mínima hiperplasia intimal, tinción de orceína nítrica, en verde el detalle de las mediciones del porcentaje de permeabilidad arterial.

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3.2.3 Valoración de la fibrosis.

Se escogieron de manera enmascarada cinco niveles al azar en las muestras de tercio medio y distal con tinción de tricrómico de masson, con una alta afinidad por las fibras de colágeno tipo I. Se muestrearon de manera aleatoria cinco campos microscópicos (×200) para valorar la presencia o no de fibrosis por dos observadores distintos. Se valoró la fibrosis de manera semicuantitativa de 0 a 3 (0: nada; 1: leve; 2: moderada; 3: intensa). Se obtuvo una media del grado de fibrosis de los distintos tercios respectivamente (ver Figura 15 superior)203,212.

3.2.4 Valoración del infiltrado leucocitario.

3.2.4.1 Cuantitativa.

En las muestras de tercio medio y distal con tinción de hematoxilina-eosina, se escogieron de manera enmascarada cinco niveles al azar en cada tercio. Se muestrearon de manera aleatoria cinco campos microscópicos (×200) para valorar la presencia o no de infiltrado leucocitario por dos observadores distintos. Los infiltrados se valoraron en tejido muscular, nervioso y tendinoso de manera semicuantitativa de 0 a 4 (0: nada; 1: leve; 2: moderada; 3: intenso; 4: muy intenso).

Se realizó el mismo procedimiento semicuantitativo para valorar el infiltrado leucocitario perivascular en las muestras de vasos femorales con tinción de hematoxilina-eosina, tanto en el segmento correspondiente al animal receptor como en el del aloinjerto (ver Figura 15 medio e inferior).

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Figura 15. Valoración de la fibrosis y del infiltrado leucocitario. Superior izquierda (×200): tejido

muscular, tinción de tricrómico de masson, grado 0 de fibrosis. Superior derecha (×200): tejido muscular, tinción de tricrómico de masson, grado 3 de fibrosis. Medio izquierda (×200): tejido muscular, tinción de H-E, infiltrado leucocitario grado 3. Medio derecha (×200): tejido nervioso, tinción de H-E, infiltrado leucocitario grado 2. Inferior izquierda (×200): tejido tendinoso, tinción de H-E, infiltrado leucocitario grado 4. Inferior

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3.2.4.2 Cualitativa.

Se realizó un estudio IHQ para distintos antígenos (CD3, CD4, CD8, CD20 y CD68), con el objetivo de diferenciar cualitativamente los subtipos celulares del infiltrado leucocitario en las muestras tisulares de tercio medio y distal. Se escogieron cinco niveles al azar de manera enmascarada en cada tercio y se muestrearon de manera aleatoria tres campos microscópicos (×200) para cuantificar el número de células positivas por campo por dos observadores distintos (ver Figura 16).

3.2.5 Valoración del rechazo humoral.

Adicionalmente al contaje de los linfocitos B CD20+ presentes en el infiltrado leucocitario, el rechazo humoral se valoró también según la presencia o no del fragmento del complemento C4d a nivel intravascular. Se eligieron de manera enmascarada cinco niveles al azar en cada tercio medio y distal. Se muestrearon de manera aleatoria tres campos microscópicos (×200) para cuantificar el depósito de C4d por campo por dos observadores distintos (ver Figura 16 inferior derecha). El depósito de C4d se estadificó según la clasificación Banff del 2007 para patología de aloinjertos renales (ver Tabla 2)131,349.

Estadio Depósitos intravasculares de C4d

Consideración de los depósitos

C4d0 Indetectables “No hay depósitos”

C4d1 < 10% de los capilares “Depósitos mínimos”

C4d2 10% - 50% de los capilares “Depósitos focales”

C4d3 > 50% de los capilares “Depósitos difusos”

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Figura 16. Valoración cualitativa del infiltrado leucocitario y del rechazo humoral. Superior izquierda

(×400): detalle del infiltrado leucocitario perivascular con IHQ para CD3+. Superior derecha (×200): tejido conectivo con IHQ para CD4+. Medio izquierda (×200): infiltrado leucocitario intramuscular con IHQ para CD8+. Medio derecha (×200): tejido conectivo con IHQ para CD20+, con detalle del infiltrado a ×400. Inferior

izquierda (×200): infiltrado leucocitario perivascular con IHQ para CD68+, con detalle de uno de los macrófagos

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