Indices

oscuridad. Los cristales de formazán formados se solubilizaron con isopropanol, se agitaron suavemente las placas para obtener una coloración homogénea y se valoró la diferencia de absorbancias a 570 nm y a 630 nm con un espectrofotómetro de placas (ELX 800 Bio-Tek Intruments, INC). La absorbancia obtenida en las células control (día 0), según el experimento, se consideró el 100% de viabilidad y la viabilidad se determinó por comparación con respecto a este dato.

2.3. Obtención de extractos celulares

Para la obtención de proteínas totales, las células se levantaron de la placa con tampón de homogenización (Tris-HCl 50 mM pH=7,4, Tritón X100 20%, Na3V04 1 mM,

β-glicerofosfato 10 mM, EDTA 5 mM, EGTA 1mM, NaF 50 mM, leupeptina 2 μg/ml, aprotinina 10 μg/ml, PMSF 0,1 mM) mediante raspado en hielo. Posteriormente, las muestras recogidas se dejaron a 4ºC durante 30 minutos. Inmediatamente después se centrifugaron a 15.000 rpm durante 15 minutos a 4ºC, recogiendo el sobrenadante que se guardó a -80ºC hasta su utilización.

2.4. Separación de fracción particulada y soluble de células en

cultivo

Para la obtención de la fracción particulada y soluble de proteínas, las células se levantaron de la placa con tampón de homogeneización sin Tritón X100 20% mediante raspado en hielo. Posteriormente se procedió a la ruptura de la membrana celular por sonicación en un sonicador de punta de BRANSON Sonic Power Company (Rochester, NY, USA). Inmediatamente después, las muestras fueron centrifugadas a 49.000x durante 1 hora a 4 ºC y se recogió, por una parte el sobrenadante (que se consideró a la fracción soluble) y por otra el sedimento (que se consideró la fracción particulada). El sedimento se solubilizó en tampón de homogeneización con Tritón X100 20%.

2.5. Cuantificación de proteínas

La cuantificación de proteínas se realizó mediante el método de Bradford (Bradford 1976) utilizando un reactivo comercial de BioRad (Richmond, CA, USA) y una curva estándar de 1-4 μg/μl de solución de albúmina de suero bovina (BSA) de la casa comercial Sigma (St. Louis, MO, USA).

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2.6. Electroforesis en gel de poliacrilamida e inmunodetección de

proteínas

Se pipetearon 10-30 μg de proteínas de las diferentes fracciones y se sometieron las muestras a desnaturalización por calor a 95 ºC durante 5 minutos en un tampón de carga SBL [(tampón de muestra Laemmli) (Tris-HCl 0,0125 M pH=6,8, SDS 2%, glicerol 10%, β-mercaptoetanol 1%, azul de bromofenol 0,005%)]. Las muestras se cargaron en geles al 8, 10 ó 15% de acrilamida/bisacrilamida de BioRad (Richmond, CA, USA), dependiendo de la proteína que se quisiera detectar. La separación electroforética se realizó en condiciones desnaturalizantes (polyacrylamide gel electrophoresis, PAGE) de tipo vertical en un sistema de BioRad (Richmond, CA, USA) a temperatura ambiente durante aproximadamente 90 minutos. El tampón de electroforesis que se utilizó estaba compuesto por Tris-HCl 25 mM pH=8,3, glicina 0,2 M y SDS 0,1%. Se utilizaron marcadores de peso molecular de la casa comercial Lonza (Basilea, Suiza).

Tras la separación electroforética, las proteínas se transfirieron a una membrana de PVDF (disulfuro de polivinilo) de BioRad (Richmond, CA, USA), mediante la aplicación de un campo eléctrico de 100 V durante 2 horas en tampón de transferencia (Tris-HCl 25 mM pH=8,3, glicina 192 mM y metanol 20%) a 4 ºC.

Finalizada la transferencia, las membranas se lavaron durante 10 minutos con tampón TBS-Tween 20 al 0,1% [(tampón Tris salino, TBS) Tris-HCl 50 mM pH=7,6, NaCl 100 mM] a temperatura ambiente. Posteriormente, las membranas se incubaron con el anticuerpo primario específico de la proteína objeto de estudio, diluido con tampón TBS-Tween 20 al 1%, durante toda la noche a 4 ºC. Tras esta incubación, se realizaron dos lavados rápidos de las membranas con TBS-Tween 20 al 0,1%. A continuación, se incubaron con el anticuerpo secundario correspondiente, conjugado con peroxidasa de rábano (horseradish peroxidase, HRP), diluido en TBS-Tween 20 al 0,1% durante 1 hora a temperatura ambiente. Posteriormente, se realizaron 3 lavados de 10 minutos con el mismo tampón en que se diluyó el anticuerpo secundario. Por último se procedió al revelado de la señal utilizando un reactivo ECL (Tris-HCl 10 mM pH=8,3, luminol 1,25 mM, p‐cumárico 0,2 mM, H2O2 0,01%) durante 3 minutos. La luz emitida por la

reacción (proporcional a la cantidad de anticuerpo unido a la membrana) se detectó mediante una corta exposición a películas radiográficas Curix RP2 Plus de Agfa (Mortsel, Bélgica). El análisis densitométrico de las bandas obtenidas en las placas fotográficas se realizó con el programa Scion Image (Scion Corporation, Maryland, USA).

Los distintos anticuerpos primarios utilizados se detallan en la tabla 2. Como anticuerpos secundarios se utilizaron IgG anti-ratón conjugado con HRP de Sigma (St. Louis, USA) e IgG anti-conejo conjugado con HRP de Calbiochem (La Jolla, USA).

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Anticuerpo Especie Casa comercial

ACC Conejo Cell Signaling

pACC (Ser 79) Conejo Cell Signaling

Akt Conejo Cell Signaling

pAkt (Ser 473) Conejo Cell Signaling

AMPKα1 Conejo Cell Signaling

pAMPK α1 (Thr172) Conejo Cell Signaling

Atg5 Conejo Cell Signaling

βIII-tubulina Conejo Covance

CB2 Conejo Affinity BioReagents

NSE Ratón DAKO

GAPDH Conejo Cell Signaling

LC3 Conejo Novus

LAMP2 Ratón ABCAM

mTOR Conejo Cell Signaling

pmTOR Conejo Cell Signaling

p62 Conejo Cell Signaling

S6 Ratón Cell signaling

pS6(Ser 235/236) Conejo Cell signaling

P70S6K Conejo Cell signaling

pP70S6K (Thr389) Ratón Cell signaling

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2.7. Inmunocitoquímica

Para la realización de esta técnica las células se sembraron sobre cubreobjetos de cristal colocados en las placas de cultivo. En los experimentos para analizar la localización subcelular de LAMP2 se utilizó la sonda fluorescente LysoTracker® Red DND-99 de Invitrogen (Paisley, UK). La sonda se añadió a los cultivos 30 minutos antes de finalizar el experimento a una dosis final de 50 nM. Al finalizar los tratamientos, las células se lavaron con PBS [(tampón fosfato salino, PBS) NaCl 137 mM, KCl 2,7 mM, Na2HPO4 .7H2O 4,3 mM, KH2PO4 1,4 mM pH=7,8) y se fijaron con p-formaldehído 4%

de Sigma (St. Louis, MO, USA) durante 20 a 30 minutos. Para permeabilizar la membrana celular se utilizó tampón PBS-Tritón X100 0,5%. Posteriormente las células se incubaron con el anticuerpo primario específico de la proteína en estudio diluido en tampón PBS-Tritón X100 0,1% durante una hora a temperatura ambiente. Pasado este tiempo los cristales se lavaron tres veces con tampón PBS-Tritón X100 0,1% y se incubaron con una dilución que contenía: anticuerpo secundario conjugado con Alexa 488 o con Texas Red (Invitrogen, Paisley, UK) y fluorocromo DAPI 1 g/ml de Calbiochem (La Jolla, USA) durante una hora a temperatura ambiente en oscuridad. Finalmente se lavaron nuevamente tres veces con tampón PBS-Tritón X100 0,1%, se pegaron a un portaobjeto utilizando solución de montaje (Tris-HCl 0,1M pH=8,5, Mowiol 2,4%, glicerol 20%). Las preparaciones se analizaron mediante observación en un microscopio confocal de fluorescencia Leica TCS SP5 (Leica Microsystems GmbH, Wetzlar, Alemania).

2.8. Silenciamiento con ARN de interferencia

Para la inhibición de la expresión de determinadas proteínas se utilizó la técnica del silenciamiento con ARN de interferencia (siARN).

Para la realización de estos experimentos las células se sembraron en placas de 6 pocillos a una densidad de 2x105 células/pocillo. Dos días después se procedió a realizar la transfección con los siARNs correspondientes. Primero se diluyeron los oligonucleótidos del gen específico que se quiso silenciar en medio Optimen (Invitrogen, Paisley, UK) y posteriormente se añadió una solución de Optimen más Lipofectamina RNAi MAX (Invitrogen, Paisley, UK) y la mezcla se incubó durante 20 minutos a temperatura ambiente. Después de lavar las células dos veces con PBS se les añadió la mezcla de transfección con una concentración final de siARNs de 100 nM. Las células se incubaron con los siARNs en estufa a 37ºC y 5% CO2 durante 72 horas, se recordó el silenciamiento en las mismas condiciones por 72 horas más.

Los siARN utilizados fueron sintetizados in vitro empleando el sistema de construcción Invitrogen (Paisley, UK). Se comprobó en la base de datos del genoma humano mediante el programa BLAST (www.ncbi.nlm.nih.gov), que los oligonucleótidos prediseñados no afectaban a otros genes del genoma. En la tabla 3 se recogen las secuencias de oligonucleóticos diseñados contra AMPK, Atg5, IL-6 y

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