4.4 Combining the CNN and HC features
4.4.2 Improving CNN performance with HC features
Introducción
Las plantas arvenses, concebidas como plantas que crecen en forma silvestre en campos cultivados o ambientes antropogénicos, cuya presencia puede tener o no efectos negativos sobre un cultivo o cualquier ecosistema; anteriormente se denominaban erróneamente malezas. La capacidad de las plantas de comportarse como maleza depende de la ventaja selectiva de genes que usualmente no están relacionados con genes introducidos para propósitos agronómicos, además, los caracteres que otorgan resistencia a estreses bióticos, tienen un rol significativo en la ecología de la planta y podrían permitir que la planta se convierta en persistente y/o invasiva en el ecosistema agrícola (Argenbios, 2006).
La biodiversidad es la base genética de las plantas agrícolas; la totalidad de los cultivos se deriva de especies silvestres modificadas mediante domesticación, mejoramiento selectivo e hibridación
(Altieri y Hecth, 1991; Altieri, 1992). La agricultura conlleva simplificación, la cual alcanza su máxima simplificación en los monocultivos y reemplaza la diversidad natural con un número reducido de plantas cultivadas fomentando vulnerabilidad extrema asociada a la uniformidad genética. Los agroecosistemas más diversos, aislados y manejados con tecnología de bajo insumo toman ventaja de los procesos ecológicos asociados a una mayor biodiversidad, que aquellos altamente simplificados, de alto insumo y alterados (Altieri, 1992; Fowler y Mooney, 1990; Joquera, 2008). El estado de Sonora cuenta con una amplia diversidad de especies botánicas, conformada por 188 familias y 1 103 géneros, documentada con ejemplares de herbario dentro de las cuales se encuentran 3 476 especies . (Devender et al, 2010). Por otro lado, Existen múltiples tipos de malezas que se establecen en el cultivo de algodón. Se han descrito para México alrededor de 124 especies de malezas pertenecientes a 28 familias. La familia Poaceae presenta el mayor número de malezas presentes en el cultivo de algodón (Villaseñor y Espinoza, 1998). En el caso de las malezas presentes en el algodón en el estado de Sonora, un estudio realizado en San Luis Rio Colorado menciona que para el algodón existen 37 especies de arvenses (Quezada y Agundis, 1984). Un estudio mas reciente y completo es el Catalogo de malezas de México realizado por Villaseñor y Espinoza, 1998, donde se enlistan 97 especies de malezas para todo el estado de Sonora.
Cao et al. (2009) mencionan que el escape de transgenes de Organismos Genéticamente Modificados hacia malezas, a través del flujo de genes, puede provocar consecuencias no deseadas del medio ambiente. El intercambio génico entre variedades convencionales y genéticamente modificadas es similar al que ocurre en la actualidad entre las variedades cultivadas. El polen se moverá entre plantas dentro del mismo campo y en campos cercanos. Cabe señalar que el algodón es un cultivo susceptible a polinización cruzada, principalmente por insectos y el viento. El desempeño de la polinización es determinada por tres factores: numero de polinizadores, numero de flores que cada polinizador visita en la planta y la efectividad en trasferir el polen apropiado a cada flor (Creswell, 1999). La mayoría de las plantas que producen flores poseen sistemas de auto- incompatibilidad para prevenir la consanguinidad (Takayama et al., 2000). Las plantas importadas a nuevos ambientes por los humanos pueden estar especialmente en desventajas en este aspecto, dado que no han coevolucionado con los polinizadores locales y pueden no estar bien identificados con ellas (Armbruster y Baldwin, 1998; Dudareva y Pichersky, 2000). Por otro lado, existen diversos factores que facilitan la polinización, estos pueden ser abióticos y bióticos (Culley et al, 2002.; Johnson y Steiner, 2000; Kato y Kawaakita, 2004; Yumoto, 2000).
El algodón transgénico es uno de los principales cultivosgenéticamente modificados en el mundo; Martínez (2004) menciona que actualmente en México se están utilizando las variedades conocidas como Bollgard® que contienen el gen que codifica para la toxina CryIAc de Bacillus thuringensis asi como Bollgard® Solución Faena que además del gen que codifica para la toxina CryIAc de Bacillus thuringensis contiene el gen que codifica para la resistencia al herbicida (glifosato) Faena CP4 EPSPS (CP4 5-enolpiruvil shikimato-3-fosfato sintasa) de la bacteria Agrobacterium sp. cepaCP4. En 2008 se sembraron 104,781 Ha de algodón en México en Chihuahua, Baja California, Coahuila, Sonora, Durango y Tamaulipas (SAGARPA, 2008)
En el mudo existen especies de malezas registradas como resistentes a herbicidas, entre las que destacan las malezas resistentes al glifosato. Lolium rigidum en Australia (Prately et al. 1999) y
Eleusine indica en Malaysia (Lee and Ngim, 2000) fueron las primeras malezas resistentes a dicho producto. No obstante, debido a la introducción de cultivos resistentes al glifosato se ha producido un aumento regular en la cantidad y el área de malezas resistentes al mismo como consecuencia del aumento masivo de su uso. Conyza Canadensis fue el primer caso de maleza resistente al glifosato que apareció en un cultivo tolerante al mismo (soya) cuando se encontró en Delaware y en Tennessee, EE. UU. (VanGessel, 2001). La resistencia al glifosato de Conyza Canadensis fue consecuencia de su uso reiterado sin un programa de manejo integrado de malezas. Un estudio pertinente es conocer las plantas arvenses asociadas al cultivo del algodón transgénico y con ello poder hacer inferencias y recomendaciones sobre la relación algodón transgénico y plantas arvenses.
Materiales y Métodos
La presente investigación se llevo a cabo en San Luis del Rio Colorado, Sonora a 27 MSNM. Esta región cuenta con Suelo de tipo
Solonchak háplico
con propiedades 57% sálicas que tiene un horizonte hístico de 20 a 40 cm de espesor con una capa superficial de materia orgánica menor de 25 cm de espesor con alta proporción de carbono orgánico o escasa arcilla; un horizonte B cámbico, de alteración, color claro, con muy bajo contenido de materia orgánica, textura fina, estructura moderadamente desarrollada, significativo contenido de arcilla y evidencia de eliminación de carbonatos; un horizonte cálcico, con acumulación de carbonato cálcico que puede decrecer con la profundidad; y uno gípsico, en el que se presenta un enriquecimiento en sulfato cálcico secundario con 15 cm o más de espesor y una alta concentración de yeso. Este suelo presenta, además, un horizonte A ócrico, muy claro, con demasiado poco carbono orgánico y muy delgado y duro y macizo cuando se seca, aunque, por otra parte, carece de propiedades gléicas (alta saturación con agua) dentro de los 100 cm superficiales (Clasificación FAO-Unesco, 1989)Para el trabajo de campo se establecieron dos hectáreas de algodón sembradas con la variedad Deltapine0935 (Monsanto 2010); se realizaron 12 recorridos de campo para recolectar material botánico, durante el ciclo del cultivo primavera-verano 2011, se muestreo dentro de la parcela, en cada punto cardinal y al centro de la parcela; además, en los linderos de la parcela y a 20 m de la orilla (Mostacedo y Fredericksen, 2000).
Se recolectaron dos o tres especímenes botánicos por especie, todos éstos en estado fértil (floración y/o fructificación) y se hicieron observaciones particulares referentes a la planta o al lugar donde fue recolectada la misma. La extracción se realizó con pala, con precaución para la conservación de la rizósfera; se eliminó el exceso de tierra de la misma. Después, se colocó en una prensa botánica, tomando una fotografía de cada ejemplar, antes y después de la colecta (Marín, 2008) El material botánico se trasladó al laboratorio de Biología Agrícola de la Facultad de Ciencias Biológicas, para su posterior identificación
El material colectado se herborizó de acuerdo con los procedimientos botánicos convencionales (Lot y Chiang, 1986), posteriormente para la identificación del material se usaron diversas obras florísticas y además, diversos grupos fueron revisados por especialistas. Un juego completo de los ejemplares recolectados se depositó en el herbario del laboratorio de Biología Agrícola de la FCB- UJED.
La lista florística incluye únicamente las especies que cuentan con ejemplares del herbario, los cuales certifican la presencia de dichas especies en las parcelas de algodón transgénico.
Resultados y Discusión
Se encontraron 14 especies diferentes, de las cuales 11 están identificadas (Cuadro 1) y 3 ejemplares están en proceso, uno de los ejemplares está identificado a familia los dos restantes aun les falta la familia y especie. Dentro de las especies identificadas se encontraron ocho familias botánicas: Chenopodiaceae, Cruciferae, Poaceae, Boraginaceae, Solanaceae, Bracicaceae, Amaranthaceae, Malvaceae (Cuadro 2); sobresaliendo la familia Malvaceae con tres especies, mientras que las familias botánicas restantes, presentaron de dos a una especies.
Es importante señalar que los resultados obtenidos contrastan con los ya existentes, en el trabajo realizado por Quezada y Agundis (1984) quienes enlistan 37 especies diferentes para el agroecosistema de algodón; otro de los estudios mas recientes es el de Villaseñor y Espinoza, 1998 en el cual enlistan 97 especies de malezas para dicho agroecosistema. En el presente trabajo encontramos solo 14 especies de arvenses, esto nos indica una disminución en el numero de especies dentro del agroecosistema, representando solo el 37.83% en comparación con el estudio realizado por Quezada y Agundis (1984); y en comparación con el catalogo de malezas de México solo representa el 14.43% del total de malezas enlistadas en dicho estudio.
Cuadro1.- Plantas arvenses asociadas al agroecosistema de algodón transgénico en San Luis del Rio Colorado
FAMILIA EPÍTETO ESPECIFICO
1 Chenpodiaceae Chenopodium murale L.
2 Cruciferae Cynodon dactylon (L.) Pers.
3 Poaceae Echinochloa colona (L.) Link
4 Brassicaceae Erocastrum gallicum
5 Boraginaceae Heliotropium curassavicum L.
6 Solanaceae Physalis sulphurea (Fernald) Waterf.
7 Crucifera Solanum elaeagnifolium Cav.
8 Chenopodiaceae Chenopodium ambrosioides L.
9 Malvaceae Sphaeralcea angustifolia (Cav.) G. Don
10 Malvaceae Sphaeralcea hastulata A. Gray
11 Amaranthaceae Amaranthus palmeri S. Wats.
Dentro de estas 14 especies identificadas dos de ellas se encuentran en el listado de malezas resistentes a glifosato en el mundo: Amaranthus palmeri S. Wats. Y Echinochloa colona (L.) Link
estas especies por su registro en otros países pudieran ser también susceptibles a desarrollar resistencia al glifosato.
Es importante señalar que especial interés revisten las plantas arvenses pertenecientes a las Malvaceas, ya que pudieran estar más vinculadas a una posible polinización cruzada; dicha Malvacea fue: Sphaeralcea angustifolia (Cav.) G. Don y Sphaeralcea hastulata A. Gray; el ser de la misma Familia del cultivo transgénico con el que está interactuando directa o indirectamente existe la posibilidad de alterar su biología al polinizar la maleza (Owen y Zelaya, 2005)
Cuadro2.-Numero de especies por Familias botanicas presentes en algodón transgénico
FAMILIAS # INDIVIDUOS 1 Chenpodiaceae 1 2 Cruciferae 1 3 Poaceae 1 4 Boraginaceae 1 5 Solanaceae 1 6 Bracicaceae 1 7 Amaranthaceae 1 8 Malvaceae 3
Conclusiones
En los suelos del Valle de Méxicali, específicamente en San Luis del Rio Colorado, la comunidad de plantas arvenses asociadas al algodón transgénico se caracteriza por estar conformada por 14 especies, 11 ya identificadas y 3 en proceso de identificación. Hay un dominio de las especies pertenecientes a las Familias Malvaceae; además hay dos malvácea que pudiera representar mayor riesgo de polinización cruzada con el algodón transgénico. Dentro de las 11 especies ya identificadas se encuentran 2 especies que pudieran ser susceptibles a desarrollar resistencia al glifosato. La diversidad de plantan arvenses en el estado de sonora a disminuido en comparación con estudios anteriores a este.
Bibliografía
(SAGARPA). 2008. Anuario estadístico. Disponible en: http://w2.siap.sagarpa.gob.mx/Brio/ihtml/ OpenDoc?DocInstanceID=00000126685e424a-0000-0443-0a0b0236&autologin=yes&
DocUUID=00000103d8abc4fe-0000-0d7d-0a0b0236&pass=sispro&DocVersion=1&NP=4. Consultado el día 25 enero de 2010.
Altieri M.A. 1992. El rol ecológico de la biodiversidad en agroecosistemas. Agroecología y desarrollo No. 4. CLADES. Altieri, M.A. y S.B. Hecht. 1991. Agroecology and small farm development. CRC. Press. Boca Raton. Florida.
Argenbios .2006. Evaluación de riesgo de los cultivos genéticamente modificados. Consejo Argentino para la Información y el Desarrollo de la Biotecnología. Argentina. 101p.
Armbruster WS, Baldwin BG. 1998. Switch from specialized to generalized pollination. Nature 394:632 Bioevaluation. Weed Science 47:405–11.
Cao QJ, Xia H, Yang X, Lu B-R. 2009. Performance of hybrids between weedy rice and insect-resistant transgenic rice under field experiments: Implication for environmental biosafety assessment. J. Integr. Plant Biol. 51(12), 1138–1148. Cresswell J. E. 1999 The influence of nectar and pollen availability on pollen transfer by individual flowers of oil-seed rape
(Brassica napus) when pollinated by bumblebees (Bombus lapidarius). J of Ecol 87: 670-677
Culley TM, Weller SG, Sakai AK. 2002. The evolution of wind pollination in angiosperms. Trends Ecol. Evol. 17:361–69 Culpepper, A. S., T. L. Grey, W. K. Vencill, J. M. Kichler, T. M. Webster, S. M. Brown, A. C. York, J. W. Davis, and W. W.
Hanna. 2006. Glyphosate-resistant Palmer amaranth (Amaranthus palmeri) confirmed in Georgia. Weed Sci. 54:620–626. Bioone
Dudareva, N. and Pichersky, E. 2000. Biochemical and molecular genetic aspects of floral scent. Plant Physiol. 122, 627– 633
Heap I.M. 2011. The international survey of herbicide resistant weeds. http://www.weedscience.com.
Johnson SD, Steiner KE. 2000. Generalization vs. specialization in plant pollination systems. Trends Ecol. Evol. 15:140–43 Joquera J.C. 2008. Agricultura y flora nativa en la región de Atacama. ¿Es posible producir y conservar?. Squeo F, A,
Arancio G. y Gutierrez J. R. (Eds). Libro Rojo de la Flora Nativa y de los sitios prioritarios para su conservación: Región Atacama. Ed. Uniuversidad de LA Serena- La Serena, Chile. 305-322 p.
Kato, M. and Kawakita, A. 2004. Plant–pollinator interactions in New Caledonia influenced by introduced honey bees. Am. J. Bot. 91, 1814– 1827
Lee, L. J. and J. Ngim. 2000. A first report of glyphosate-resistant goosegrass (Eleusine indica (L.) Gaertn.) in Malaysia. Pest Manag. Sci. 56:336-339.
Pratley, J.E., N.A.R. Urwin, R.A. Stanton, P.R. Baines, J.C. Broster, K. Cullis, D.E. Schafer, J.A. Bohn, and R.W. Krueger. 1999. Resistance to glyphosate in Lolium rigidum: I.
Van Devender, T.R., R.S. Felger, M. Fishbein, F.E. Molina-Freaner, J.J. Sánchez-Escalante y A.L. Reina-Guerrero. 2010.Biodiversidad de las plantas vasculares. En: F.E. Molina-Freaner y T.R. Van Devender, eds.Diversidad biológica de Sonora. UNAM, México, pp. 229-261.
VanGessel, M.J. 2001. Glyphosate-resistant horseweed from Delaware. Weed Sci. 49:703-705.
Villaseñor R. y Espinosa G. 1998. Catalogo de malezas de México. UNAM. México. Fondo de la Cultura Económica. 448p. Yumoto, T. 2000. Bird-pollination of three Durio species (Bombacaceae) in a tropical rainforest in Sarawak, Malaysia.
American Journal of Botany 87, 1181–1188.
Lagreca R. 2007. Las Malezas y El Agro ecosistema. Unidad de Malezas, Departamento de Protección Vegetal, Centro Regional Sur, Facultad de Agronomía, Universidad de la República Oriental del Uruguay. Avda.E. Garzón 780, 3584560.
Lot A. y F. Chiang. 1986. Manual del Herbario. Consejo Nacional de la flora de México, México D.F.142p.
Monsanto, 2010 Grwing Knowledge., A key Source For Local Agronomic Information. ISSUSE 1102, Monsanto Agronomy Center. Pág. número de páginas
Darmency, H. 1994. The impact of hybrids between genetically modified crop plants and their realted species: introgression and weediness. Molecular Ecology 3:37-40.
Mostacedo B., Fredericksen S. Todd. 2000 Manual de Métodos Básicos de Muestreo y Análisis en Ecología Vegetal. Santa Cruz, Bolivia