SSRT: Slow Strain Rate Testing

El cálculo de las frecuencias genotípicas observadas y de las frecuencias alélicas se realizó en base a los genotipos obtenidos por ambas técnicas. El genotipo mayoritario en la muestra analizada correspondió al homocigota dominante (94%), siendo francamente menor la frecuencia de portadores (6%). La frecuencia de los alelos se encuentra en consonancia con las frecuencias genotípicas, siendo para el alelo normal de 0.97 y para el alelo mutado de 0.03.

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6. DISCUSIÓN

En este trabajo utilizamos muestras de alta calidad en cuanto a la cantidad, pureza e integridad, evaluadas por espectrofotometría y electroforesis. Técnicas similares como el HRM (High resolution melting) de los productos de rtPCR son muy sensibles a cualquier contaminante del proceso de extracción de ADN, por lo que las muestras deberían extraerse con un mismo protocolo (Gabór y col., 2012). En nuestro caso, utilizamos muestras de ADN provenientes de diferentes bancos (Genética-Fvet e INIA Las Brujas), extraídas con diferentes protocolos, obteniendo reproducibilidad de los resultados.

En lo que respecta a la PCR en tiempo final y electroforesis, son las técnicas de referencia utilizada por algunos autores para el screening poblacional a gran escala del SB (Fang y col., 2013). Sin embargo, la naturaleza de la mutación implica la amplificación de grandes fragmentos de ADN que podrían interferir con la eficiencia de la técnica. Esto la hace especialmente laboriosa, observándose animales en los que solo se amplifica la banda de 409pb a pesar de ser portadores (Charlier y col., 2012). En nuestro caso, logramos amplificar en todos los animales normales el fragmento de 3738pb y en los portadores los fragmentos de 3738pb y 409pb (Figura 15)

Para superar la limitante de la baja eficiencia de amplificación del fragmento de 3738pb, Li y col., (2016) desarrollaron un PCR multiplex a tiempo final, incorporando como control interno de reacción un fragmento de 269pb de ADNm (ADN mitocondrial). De esta forma los animales portadores presentarán una banda de 409pb y otra de 269pb, mientras que los normales solo presentarán la banda de 269pb.

La utilización de la técnica de rtPCR y análisis de curvas de melting para el genotipado de polimorfismos de inserción/deleción ha sido previamente demostrada (Kisoi y col., 2019). Sin embargo, su utilización se ve restringida al hecho de que la eficiencia de amplificación se ve reducida considerablemente con amplicones demasiado grandes (Tamay de Dios y col., 2013). Por este motivo, siguiendo un esquema similar al de Li y col. (2016), en esta tesis validamos un método similar, desarrollado de forma preliminar en una plataforma de PCR en tiempo real (Federici, Artigas y col., 2019). En esta variante se utiliza como control interno un fragmento de 150pb del gen CD18 bovino. De forma que los animales normales solo amplificarán el fragmento de 150pb del control interno y los portadores el fragmento de 150pb (control) y el correspondiente al alelo mutado (409pb). Resultado que logramos reproducir en nuestros experimentos.

La principal ventaja que tiene la técnica de rtPCR sobre las técnicas clásicas de PCR y electroforesis, es que no es necesario realizar una electroforesis para visualizar el resultado de la amplificación, ganando tiempo y dinero. El análisis de las curvas de melting permiten identificar el número de fragmentos amplificados y su identidad en base a la temperatura de melting. En nuestro caso, pudimos demostrar que el fragmento del control interno presenta un pico de melting en un rango de temperatura que oscila entre 87.5ºC y 88ºC. El fragmento correspondiente al alelo mutado del SB presenta un pico de melting en el rango de temperatura que oscila entre 81.5ºC y 81.7ºC (Figura 17).

32 Para demostrar la especificidad de los primers y la identidad de los fragmentos obtenidos, tres muestras de animales normales (homocigotas dominantes) fueron enviadas a secuenciar. Si bien el tamaño esperado de la secuencia era de 3738pb, se obtuvieron secuencias más pequeñas, probablemente producto de la baja eficiencia para secuenciar fragmentos demasiado grandes de ADN. Esto quedó de manifiesto, al no poder confirmar la identidad de los fragmentos amplificados tanto con la herramienta BLAST como con el alineamiento de las propias secuencias entre sí (Figura 18 y Figura 19). Por este motivo, para poder confirmar la identidad de los picos en las curvas de melting, se realizó una electroforesis de las muestras amplificadas por rtPCR, junto a un animal normal y otro portador amplificados por PCR a tiempo final. Los resultados fueron 100% concordantes, lográndose de esta forma la validación del método (Figura 20)

El método diagnóstico desarrollado por Federici, Artigas y col., (2019) y validado en esta tesis, constituye un método más rápido y económico que el PCR a tiempo final (tablas 2 y 3), al momento de realizar un screening de animales portadores. Este último punto resulta de importancia, dado que la principal limitante del método es la incapacidad de detectar homocigotas recesivos (terneros malformados).

La ausencia de una electroforesis en el método validado, contribuye a un trabajo más limpio y con mayor seguridad para el operario (al no utilizar productos tóxicos como el bromuro de etidio). El riesgo de falsos positivos es menor, al reducir la manipulación de los tubos y la tan frecuente contaminación de los pocillos adyacentes en el gel por desbordes durante la siembra.

La sospecha de que el alelo responsable del SB estuviese circulando en Uruguay fue anteriormente establecida por Alcántara y col., (2017). Habiéndose confirmado molecularmente por primera vez por Federici y col., (2018). Si bien el número de animales estudiados en este trabajo (por ambas técnicas) es bajo (n=69), la procedencia de las muestras de diferentes zonas del país permite realizar algunos cálculos. La proporción de vacas portadoras de SB fue de 6%, este valor resulta superior al 3.9% comunicado por Briano y col., (2018). Esta diferencia puede ser debida al escaso número de animales analizados en nuestra muestra o contrariamente, a una mayor representatividad del muestreo, ya que Briano solo trabaja con animales de la región suroeste del país. La frecuencia de animales portadores detectada en nuestro trabajo es muy similar a la reportada por Charlier y col., (2012) y VanRaden y col., (2011) pero mayoritaria a la reportada por Fang y col., (2013) y Sahana y col., (2013). Resultados similares pueden observarse para las frecuencias alélicas en la tabla 4.

33 Tabla 4. Proporción de portadores de SB y frecuencia del alelo mutado en diferentes poblaciones Holstein del mundo.

Origen Portadores (%) Frecuencia alélica Referencia

Holstein uruguayo 6 0.03 Presente estudio

Holstein uruguayo 3.39 0.016 Briano y col., (2018) Holstein Holandés 7.4 0.037 Charlier y col.,

(2012)

Holstein Nórdico 4 0.02 Sahana y col.,

(2013)

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7. CONCLUSIÓN

Se logró poner a punto y validar la técnica de rtPCR para el diagnóstico del SB por primera vez. EL control interno utilizado logra superar la limitante del tamaño del fragmento del alelo normal, permitiendo identificar de forma específica, más rápida y más económica a los animales portadores. La técnica validada en este trabajo podrá ser utilizada en programas de monitoreo de reproductores, a los efectos de eliminar portadores o dirigir los apareamientos. Esto último, de particular importancia en países como el nuestro, donde la frecuencia de portadores es elevada.

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