El marcaje químico se realiza in vitro y se fundamenta en la incorporación de reactivos químicos marcados isotópicamente que se unen covalentemente a los péptidos o a las proteínas. No tiene restricciones en la aplicabilidad a todo tipo de muestras biológicas, pero existe una mayor variabilidad experimental, porque las muestras marcadas y no marcadas se mezclan sólo después de la digestión, pudiendo generar artefactos que afecten a la cuantificación. Existen diferentes estrategias de introducción de isótopos estables a proteínas o a péptidos por reacción química. La técnica basada en ICAT (Isotope Code Affinity Tag) [95] se compone de un grupo reactivo específico de residuos de cisteína (yodoacetamida), de biotina, y de un espaciador con 8 isótopos de hidrógeno ligero o con 8 isótopos de deuterio. Los extractos de proteínas se reducen previamente y se marcan
cisteínas. Por un lado, esta particularidad simplifica el análisis ya que se obtienen fracciones enriquecidas en péptidos que contienen cisteínas (un residuo poco abundante en el proteoma, sólo un 1.4% de los aminoácidos presentes en las proteínas [132]) pero, a su vez, disminuye la cobertura de la secuencia de las proteínas, que conlleva una menor precisión en la cuantificación. La cantidad relativa de cada proteína se mide a partir de la intensidad de los espectros MS de los péptidos con cisteína, que difieren en 8 Da (8 hidrógenos intercambiables de reactivo) según procedan de la muestra marcada o de la muestra no marcada. El mayor inconveniente de esta técnica es que el reactivo genera reacciones secundarias con los extremos N‐terminal de las proteínas y con los residuos de lisina. En el análisis por EM, puede ocurrir un efecto isotópico en la cromatografía líquida previa de los péptidos con deuterio, problemas de ionización de los péptidos y dificultades a la hora de interpretar los espectros de fragmentación por tener biotina. Recientemente se han generado unos reactivos de basados en 13C, llamados cICAT, que evitan el efecto isotópico del deuterio y, además, presentan un extremo hidrolizable en medio ácido que permite separar la biotina de los péptidos antes del análisis por EM [133].
El marcaje isotópico con iTRAQ (Isobaric Tags for Relative and Absolute Quantification) [125] permite la cuantificación relativa de 8 proteomas en el mismo experimento, ya que son 8 posibles reactivos marcadores (aunque normalmente se comparan 4 proteomas a la vez). Otra diferencia respecto a los marcajes anteriores es que la cuantificación se realiza en el espectro MS/MS, y no en los espectros MS. A diferencia de los reactivos de SILAC e ICAT, en este método se marcan los péptidos y no las proteínas. El reactivo iTRAQ se compone de un grupo reportero, un grupo reactivo de unión a grupos amino del extremo N‐terminal y de los residuos de lisina y un grupo de balance de masas. Los cuatro (u ocho) reactivos no se diferencian isobáricamente, así los péptidos marcados tendrán el mismo peso molecular y se fragmentarán a la vez. Durante la fragmentación, el enlace entre el grupo reportero y el grupo de balance de masas se rompe fácilmente y libera los iones reporteros monocargados de distinta masa (m/z de 114, 115, 116 y 117) que son específicos de cada una de las muestras. La intensidad de dichos iones permite la cuantificación relativa de las distintas especies marcadas. La ventaja de cuantificar los péptidos en el espectro de fragmentación es que aumenta la sensibilidad ya que la razón señal/ruido es muy alta, permitiendo usar una cantidad menor de muestra. Existe también el método TMT© [134], que funciona de la misma manera y permite comparar hasta 6 muestras a la vez en un mismo experimento.
INTRODUCCIÓN
5.3. Marcaje enzimático con agua
18O
El marcaje con 18O es un método enzimático realizado a nivel de péptido donde ocurre un intercambio de dos átomos de 16O por dos átomos de 18O durante una reacción catalizada por tripsina, aumentando así el peso molecular del péptido en 4 Da [135]. El mecanismo enzimático consiste en un ataque nucleofilo de H218O sobre el grupo carbonilo del extremo C‐terminal de los péptidos. Durante el proceso de marcaje se generan dos nuevas especies químicas que contienen uno o dos átomos de 18O, respectivamente, en el extremo C‐terminal del péptido, además de la especie química no marcada, estableciéndose un equilibrio entre ellos. El marcaje se realiza incubando los extractos de proteínas con tripsina en condiciones que permiten la digestión, conteniendo el medio de reacción H218O para la muestra a marcar y H216O para la muestra control. Aunque originalmente el marcaje enzimático se realizaba conjuntamente durante la digestión tríptica, existen diversos factores, como valores extremos de pH, que causan un intercambio de oxígenos con el medio [136]. Hoy en día los procesos de digestión y marcaje se llevan a cabo de forma separada y consecutiva, cada uno de ellos en sus condiciones óptimas [127, 135]. Después del marcaje, se mezclan las dos muestras, detectándose en el mismo espectro MS cada péptido marcado y sin marcar.La cuantificación relativa de los péptidos se realiza a partir del cálculo de las intensidades de las envolturas isotópicas de las especies marcadas y sin marcar, procedentes de las dos muestras a comparar. Debido a que la incorporación de 18O puede ser incompleta (incorporándose 1 sólo átomo de 18O), es necesario tener en cuenta el solapamiento de las envolturas isotópicas de las tres especies químicas (marcada, marcada incompleta y no marcada) cuando se utilizan espectrómetros de masas de baja/media resolución. Aunque existen algunos trabajos donde usan este tipo de equipos [137‐140] no han sido utilizados de forma habitual en proteómica cuantitativa hasta la aparición de la trampa iónica lineal (LTQ), que presenta una velocidad de barrido superior a la trampa iónica tridimensional convencional (3D‐IT) [141], y permite modos de barrido de alta resolución muy robustos en un rango de masas limitado (ZoomScan). En una trampa iónica lineal se pueden programar ciclos de barrido que realicen dos espectros, un ZoomScan centrado alrededor del doblete de envolturas isotópicas que se desea cuantificar y un espectro MS/MS para identificar el péptido [117, 142, 143].
El primer trabajo publicado donde se usó este método de marcaje a gran escala se realizó en el 2001, para estudiar el perfil proteico de dos tipos de adenovirus [144]. Este tipo de marcaje
secuencia de las proteínas, en comparación con el método de ICAT. Por otro lado, se puede usar en un rango amplio de cantidad de muestra (del orden de µg a mg de proteínas). No da lugar a reacciones secundarias que pudieran falsear las medidas de cuantificación y, al ser un marcaje enzimático, tiene una especificidad muy alta. Además, el reactivo (H218O) es muy estable y menos costoso que otros tipos de marcaje.
Sin embargo, y a pesar de todas las ventajas que se describen, no es un método tan extendido como los marcajes con iTRAQ y SILAC. Esto se debe, en gran medida, a que siempre se ha considerado un método muy complejo, delicado y difícil de estandarizar, ya que aún falta un protocolo estándar de aplicación general. La eficiencia de marcaje debe controlarse estrictamente porque, al ser un método enzimático, no todos los péptidos se marcan con la misma facilidad. En un trabajo previo realizado en nuestro laboratorio se describe un método para el cálculo de la eficiencia de marcaje. Mediante consideraciones cinéticas se demuestra que la concentración total del péptido marcado puede descomponerse en función de la concentración de cada una de las especies químicas (marcada, marcada incompleta y no marcada), utilizando un parámetro f que evalúa la eficiencia de marcaje [145]. El control riguroso de la eficiencia de marcaje permite determinar directamente las proporciones del péptido procedente de la muestra marcada y del mismo procedente de la muestra sin marcar, y llevar a cabo experimentos de cuantificación a gran escala al controlar el marcaje de cada uno de los péptidos cuantificados en un mismo análisis [145]. Existen una gran variedad de protocolos experimentales descritos para el método de marcaje con 18O [138, 144, 146, 147]. En general, la variedad metodológica de este tipo de marcaje reside fundamentalmente en la preparación de la muestra para obtener una digestión eficaz y reproducible, las condiciones en las que se produce el intercambio de oxígenos y el método de inactivación de la proteasa para que no se revierta el marcaje. Más recientemente se ha desarrollado en nuestro laboratorio un método robusto de cuantificación a gran escala de proteomas mediante marcaje con 18O, separación por punto isoeléctrico (sistema OffGel) y análisis mediante HPLC‐LIT‐MS [148]. Este protocolo controla perfectamente el marcaje de todos los péptidos cuantificados, demuestra que la separación por OffGel es compatible con el marcaje 18O en cualquier rango de pH y utiliza SDS para solubilizar las proteínas. Además, se han desarrollado una serie de algoritmos y modelos matemáticos para la cuantificación y el análisis estadístico de los datos obtenidos en experimentos de alto rendimiento de forma sencilla y automatizada,
INTRODUCCIÓN
implementados en la plataforma QuiXoT, que es parte de la tesis del Dr. Pedro José Navarro Álvarez [117, 148].
OBJETIVOS
OBJETIVOS
El objetivo general de este trabajo es profundizar en el estudio del papel biológico que
desempeñan las proteínas que pertenecen a los TEMs en linfocitos T humanos y en sus
correspondientes exosomas secretados mediante la identificación sistemática de los ligandos
que interaccionan en la región intracelular de estas proteínas.
Para ello, planteamos los siguientes objetivos específicos:
1. Desarrollo de un método robusto para el análisis a gran escala de interacciones y de cambios
de abundancia de proteínas mediante espectrometría de masas.
2. Caracterización del interactoma de la región intracelular de las proteínas de TEMs en
linfocitos T humanos.
3. Caracterización del interactoma de la región intracelular de las proteínas de TEMs en
vesículas exocíticas (exosomas) secretadas por linfocitos T humanos.
4. Estudio del papel de las tetraspaninas en la estructura proteica de exosomas secretados por
linfocitos T de ratón.